АЛЬГОЛОГИЯ:Разделение спектра поглощения культуры <i>Porphyridium purpureum</i> (Bory) Ross. в красной области

IX Сабининские чтения - 2022

Энергетические процессы водных фототрофов

Разделение спектра поглощения культуры Porphyridium purpureum (Bory) Ross. в красной области

Separation of the absorption spectrum of Porphyridium purpureum (Bory) Ross. in the red area

Чернышев Д.Н.¹, Клочкова В.С.¹, Лелеков А.С.²

Dmitriy N. Chernyshev, Viktoria S. Klochkova, Alexander S. Lelekov

¹Севастопольский государственный университет (Севастополь, Россия)
²Федеральный исследовательский центр «Институт биологии южных морей
имени А.О.Ковалевского РАН» (Севастополь, Россия)

УДК 579.017:57.033

Проведена математическая декомпозиция спектра поглощения культуры красной микроводоросли Porphyridium purpureum (Bory) Ross, в области спектра от 550 до 750 нм. Спектры культуры фиксировались на спектрофотометре с интегрирующей сферой. Используя литературные данные составлены математические модели спектров поглощения следующих пигментов: B-фикоэритрина, R-фикоцианина, аллофикоцианина и хлорофилла а. Математическая модель каждого пигмента представляла сумму кривых Гаусса. Полученные уравнения были взяты за основу при моделировании нативного спектра. Составлена общая модель спектра поглощения культуры в области 550–750 нм, состоящая из суммы отдельных пигментов. Используя полученную модель на практике возможно определить концентрации хлорофилла а и отдельных фикобилиновых пигментов непосредственно по спектру поглощения культуры.

Ключевые слова: микроводоросли; спектры поглощения; фикобилины; хлорофилл а; математическое моделирование; кривые Гаусса

Введение

Культуры микроводорослей и цианопрокариот являются модельными объектами в гидробиологических, экологических и других исследованиях. При использовании концентрированных питательных сред (Zarrouk, 1966; Терсков, Тренкеншу, Белянин, 1979; Семененко, 1991) оптическая плотность культуры достигает нескольких единиц, при этом концентрация клеток превышает 10⁸ кл./мл. На сегодняшний день остаются нерешёнными вопросы влияния света на скорость роста плотных культур микроводорослей и продукцию основных биохимических составляющих. Световые условия, в которых находятся клетки, оказывают влияние на собственно фотосинтез (Macintyre et al., 2002), скорость ассимиляции основных биогенных элементов питательной среды (Пронина, 2000; Dyhrman, 2016; Sanz-Luque et al., 2015), направленность клеточного биосинтеза (Solovchenko et al., 2015). Для выяснения количественных закономерностей влияния света на скорость и эффективность фотобиосинтеза для культур микроводорослей разработаны различные теоретические подходы (Monod, 1949; Flynn, 2001; Nisbet et al., 2012; Лелеков, Тренкеншу, 2021). Независимо от базовых предположений и гипотез, на которых строится моделирование роста культуры, конечным критерием адекватности математической модели традиционно является её соответствие реальным экспериментальным данным. Однако, определение концентрации основных макромолекулярных компонентов биомассы микроводорослей методически сложная задача, как на практике, так и в теории (Копытов и др., 2015). Поэтому на сегодняшний день актуальна разработка экспресс методов определения содержания белков, углеводов, липидов, пигментов в клетках микроводорослей.

Нативный спектр поглощения культуры несёт в себе информацию о количественном и качественном пигментном составе водорослей. Однако для получения такой информации необходима математическая обработка спектров (Чернышев, Клочкова, 2021). Поглощение света культурой микроводорослей осложняется рассеянием, возникающими из-за того, что размеры клеток в суспензиях значительно больше, чем длина волны видимого света и неоднородным распределением пигментов в клетке. Значительно устранить рассеяние удается, используя интегрирующую сферу. Образец помещается в сферу, внутренняя поверхность которой хорошо отражает свет. Весь рассеянный свет попадает на фотодетектор, так что измеряемая оптическая плотность обусловлена только истинным поглощением образца. Помимо инструментальных способов учёта светорассеяния используют поправочные коэффициенты. Если регистрировать спектры поглощения образца на разном расстоянии от интегрирующей сферы (Merzlyak, Naqvi, 2000), то можно изменять вклад светорассеяния: чем ближе образец к интегрирующей сфере, тем больше рассеянного света попадает на фотодетектор и оптическая плотность образца становится меньше.

Одним из решений проблемы идентификации и разделения пигментов является декомпозиция нативного спектра математическими методами. Оптическая плотность аддитивная величина, поэтому общий спектр поглощения представляет собой сумму спектров отдельных пигментов. Спектры пигментов состоят из нескольких максимумов, форма и положение которых определяется хромофорными группами. Поглощение хромофорной группы, относительно максимума, распределено симметрично. Это свойство позволяет описать спектр пигмента одной или несколькими кривыми Гаусса (Kupper, Seibert, Parameswaran, 2007). В настоящей работе выполнен анализ и разделение перекрывающихся полос в нативном спектре поглощения культуры Porphyridium purpureum.

Материал и методы

В качестве объекта исследования использовали культуру красной морской водоросли Porphyridium purpureum (Bory.) Ross, полученную из коллекции ФИЦ Института биологии южных морей имени А. О. Ковалевского РАН, г. Севастополь. P. purpureum выращивали в унифицированной лабораторной установке (Тренкеншу и др., 2017) на питательной среде (Терсков, Тренкеншу, Белянин, 1979) в условиях накопительной культуры. Использовался плоскопараллельный фотобиореактор толщиной 2 см, площадь рабочей поверхности 0,05 м², объёмом 1 л. В опытах в качестве источника освещения использовали холодные люминесцентные лампы Philips Daylight TL-D 54-765 6G мощностью 18 Вт. Средняя освещённость рабочей поверхности составляла 5 клк. Температура суспензии поддерживалась на уровне 28±1°С. Оптическую плотность культуры определяли на фотометре КФК-2 при длине волны 750 нм, при пересчёте единиц оптической плотности на сухую биомассу (СВ) использовали ранее определённый эмпирический коэффициент 1,4. Спектры поглощения регистрировались в диапазоне от 400 до 800 нм с шагом 0,5 нм на двухлучевом спектрофотометре Lambda 365 Double Beam UV-Visible (производитель: Perkin Elmer, Индия), который оснащён интегрирующей сферой (ИС) диаметром 60 мм (внешнее покрытие – BaSO₄).

Результаты и обсуждение

Фикобилиновые пигменты Porphyridium purpureum представлены следующими пигментами: В-фикоэритрин, R-фикоцианин и аллофикоцианин. На спектре поглощения они представлены пиками 545, 615 и 650 нм соответственно. В процентном соотношении массы пигментов P. purpureum составляет следующие: В-ФЭ : R-ФЦ : АФЦ – 85 : 10 : 5 (Гудвилович, Боровков, 2014). Так же в состав пигментов Porphyridium purpureum входят каротиноиды (пики в диапазоне 400–550 нм) (Kopecky, Riederer, Pfundel, 2002) и хлорофилл а (440 и 680 нм).

На первом этапе декомпозиции спектра поглощения удобно рассматривать красную (550–750 нм) область, где влиянием каротиноидов можно пренебречь. На основе литературных данных (Glazer, Bryant, 1975; Glazer, Hixson, 1977) о спектрах поглощения фикобилинов (В-ФЭ, R-ФЦ, АФЦ) в чистом виде, построены их математические модели, которые представлены на рис. 1. Для упрощения расчёта оптическая плотность в максимуме поглощения была приведена к 1. Модель представляет сумму кривых Гаусса, где каждый отдельный пик описан выражением (1):

(1)

где D(λ) – оптическая плотность, отн. ед; D_max – амплитуда пика, отн. ед; λ_i – длина волны, нм; λ_мах – положение максимума пика, нм; σ – полуширина пика, нм.

Рис. 1. Математическая модель спектра фикоэритрина (А), R-фикоцианина (В) и аллофикоцианина (С)

Fig. 1. Mathematical model of phycoerythrin (А), R-phycocyanin (В), alloficocyanin (С) spectrum

На основании полученных данных разработана модель спектра поглощения нативной культуры P. purpureum (2). Общий спектр культуры в красной области будет представляет сумму спектров хлорофилла а и фикобилинов. В данной модели четыре неизвестных величины – концентрации хлорофилла а, В-фикоэритрина, R-фикоцианина и аллофикоцианина.

где D(λ) – общая оптическая плотность, отн. ед; D_BPE(λ) – оптическая плотность В-фикоэритрина; D_RPC(λ) – оптическая плотность R-фикоцианина; D_APC(λ) – оптическая плотность аллофикоцианина; D_CHLA – оптическая плотность хлорофилла а; C_BPE – концентрация В-фикоэритрина (г/л); C_RPC – концентрация R-фикоцианина (г/л); C_APC – концентрация аллофикоцианина (г/л); C_CHLA – концентрация хлорофилла а (г/л); ε_BPE – экстинкция В-фикоэритрина 10 (л·г^-1·см^-1); ε_RPC – экстинкция R-фикоцианина 7 (л·г^-1·см^-1); ε_APC – экстинкция аллофикоцианина 5,8 (л·г^-1·см^-1); ε_CHLA – экстинкция хлорофилла а 88,15 (л·г^-1·см^-1).

Для определения концентрации (г/л, или мг/мл) пигментов P. purpureum необходимо разделить значение оптической плотности, например, хлорофилла а (D₆₇₈^Хла), на коэффициент экстинкции ((мг/мл)^-1·см^-1или л·г^-1·см^-1). Заметим, что чем больше значение коэффициента экстинкции, тем меньше получится значение концентрации. В монографии (Стадничук, 1990) приводятся следующие коэффициенты экстинкции водных растворов фикобилиновых пигментов:

B-фикоэритрина – (макс. поглощения 545 нм) 10,0 (мг/мл)^-1·см^-1;

R-фикоцианин (615 нм) 7,0 (мг/мл)^-1·см^-1;

Аллофикоцианин (650 нм) 5.8 (мг/мл)^-1·см^-1.

Коэффициент экстинкции хлорофилла а в ацетоновом экстракте по эталонным справочным данным составляет 88,15 л·г^-1·см^-1(Jeffrey, Mantoura, Wright, 1997). В работе (Myers, Graham, Wang, 1978) по нативным спектрам поглощения и экстракту хлорофилла в ацетоне расчитан коэффициент экстинкции хлорофилла а в нативной форме равный 76 (мг/мл)^-1·см^-1. По данным (Arnon, 1974) нативный коэффициент экстинкции хлорофилла а составляет 67,5 (мг/мл)^-1·см^-1в максимуме поглощения 678 нм и 17,3 на 620 нм. То есть, соотношение высоты пиков хлорофилла а 678/620 составляет приблизительно 4 к 1. Одним из объяснений различия между коэффициентами экстинкции хлорофилла в нативном состоянии и в ацетоновом растворе является эффект «упаковки» пигментов в клетках и самозатенение. При использовании коэффициента экстинкции 88 л·г^-1·см^-1рассчитанная концентрация хлорофилла а не будет учитывать «самозатенные» и упакованные молекулы хл а. Концентрации хлорофилла а, рассчитанные с использованием эталонного (Jeffrey, Mantoura, Wright, 1997) и нативного (Myers, Graham, Wang, 1978) коэффициентов экстинкции отличаются на 16%.

На рис. 2 представлена верификация модели (2) для красной области спектра поглощения культуры P. purpureum.

Рис. 2. Декомпозиция спектра поглощения культуры микроводоросли Porphyridium purpureum на отдельные спектры пигментов

Fig. 2. Decomposition of the absorption spectrum of Porphyridium purpureum microalgae culture into individual pigment spectra

Анализируя рис. 2, можно заметить, что аллофикоцианин в красной области вносит незначительный вклад в общий спектр поглощения культуры P. purpureum. Это объясняется тем, что АФЦ, по сравнению с другими фикобилиновыми пигментами имеет меньший процент массы пигментов. Поскольку в точке максимума хлорофилла а (678 нм) другие пигменты (В-ФЭ, R-ФЦ, АФЦ) не вносят существенный вклад, то можно использовать значение оптической плотности в данной точке для вычисления концентрации хлорофилла а, разделив данное значение на величину экстинкции хлорофилла а – 88,15 (л г^-1·см^-1).

Заключение

Полученная модель спектра поглощения культуры может быть использована в качестве экспресс-метода определения концентраций пигментов. Из-за того, что концентрация АФЦ небольшая и его вклад в общий спектр незначительный, то данным пигментом при моделировании можно пренебречь. Также в области 680 нм вклад в спектр вносит только хлорофилл а, поэтому данную точку в спектре можно использовать непосредственно для вычисления концентрации хл а.

Работа выполнена в рамках Госзадания ФИЦ «Институт биологии южных морей имени А. О. Ковалевского РАН», № гос. регистрации 121030300149-0.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов, требующего раскрытия в данном сообщении.

Список литературы

Гудвилович И.Н., Боровков А.Б. Продукционные характеристики Porphyridium purpureum (Bory) Ross. в условиях накопительной и квазинепрерывной культуры // Альгология. 2014. Т.24, №1. С. 34–46.
Копытов Ю.П., Лелеков А.С., Геворгиз Р.Г., Нехорошев М.В., Новикова Т.М. Методика комплексного определения биохимического состава микроводорослей // Альгология. 2015. Т.25, №1. С. 35–40.
Лелеков А.С., Тренкеншу Р.П. Двухкомпонентная модель роста микроводорослей в плотностате // Математическая биология и биоинформатика. 2021. Т.16, №1. С. 101–114. DOI: 10.17537/2021.16.101
Пронина Н.А. Организация и физиологическая роль СО₂-концентрирующего механизма // Физиология растений. 2000. Т.47, №5. C. 801–810.
Семененко В.Е. Каталог культур микроводорослей в коллекциях СССР. – М.: ИФР, 1991. – 231 с.
Соловченко А.Е., Селиванова Е.А., Чеканов К.А., Сидоров Р.А., Немцева Н.В., Лобакова Е.С. Индукция вторичного каротиногенеза у новых галофильных микроводорослей из рода Dunaliella (Chlorophyceae) // Биохимия. 2015. V.80, №11. С. 1724–1730.
Стадничук И.Н. Фикобилипротеины. – М.: ВИНИТИ, 1990. – 193 c.
Терсков И.А., Тренкеншу Р.П., Белянин В.Н. Светозависимый рост водоросли Platymonas viridis в непрерывной культуре // Изв. СО АН СССР (Сер. биол.). 1979. Т.10, №2. C. 103–108.
Тренкеншу Р.П., Лелеков А.С., Боровков А.Б., Новикова Т.М. Унифицированная установка для лабораторных исследований микроводорослей // Вопросы современной альгологии. 2017. №1 (13). URL: http: algology.ru 1097 (дата обращения 5.02.2022).
Чернышев Д.Н., Клочкова В.С. Разделение нативного спектра поглощения культуры микроводоросли Spirulina platensis // Актуальные вопросы биологической физики и химии. 2021. Т.6, №2. С. 217–222.
Arnon D.I., McSwain B.D., Tsujimoto H.Y., Wada K. Photochemical activity and components of membrane preparations from blue-green algae. I. Coexistence of two photosystems in relation to chlorophyll a and removal of phycocyanin // Bioch. Biophys. Acta. 1974. V.357, №2. P. 231–245. DOI: 10.1016/0005-2728(74)90063-2
Dyhrman S.T. Nutrients and their acquisition: phosphorus physiology in microalgae // Dev. Appl. Phycol. 2016. V.6. DOI: 10.1007/978–3–319–24945–2_8
Flynn K.J. A mechanistic model for describing dynamic multi-nutrient, light, temperature interaction in phytoplankton // J. Plan. Res. 2001. V.23. P. 977–997.
Glazer A.N., Bryant D.A. Allophycocyanin B (λ max 671, 618 nm) // Arch. Microbiol. 1975. V.104, №1. P. 15–22.
Glazer A.N., Hixson C.S. Characterization of R-phycocyanin. Chromophore content of R-phycocyanin and C-phycoerythrin // J. Biol. Chem. 1975. V.250, №14. P. 5487–5495.
Jeffrey S.W., Mantoura R.F.C., Wright S.W. Phytoplankton pigments in oceanography: guidelines to modern methods. – UNESCO, 1997. – 661 p.
Kopecky J., Riederer M., Pfundel E. Porphyridium purpureum (formerly P. cruentum) contains b-carotene but no a-carotene // Algol. Stud. 2002. V. 104. P. 189–195. doi:10.1127/algol_stud/104/2002/189
Küpper H., Seibert S., Parameswaran A. Fast, sensitive, and inexpensive alternative to analytical pigment HPLC: quantification of chlorophylls and carotenoids in crude extracts by fitting with gauss peak spectra // Analyt. Chem. 2007. V.79, №20. P. 7611–7627.
MacIntyre H.L., Kana T.M., Anning T., Geider R.J. Photoacclimation of photosynthesis irradiance response curves and photosynthetic pigments in microalgae and cyanobacteria // J. Phycol. 2002. V.38. P. 17–38. DOI: 10.1046/j.1529-8817.2002.00094.x
Merzlyak M.N., Naqvi K.R. On recording the true absorption and scattering spectrum of a turbid sample: application to cell suspensions of the cyanobacterium anabaena variabilis // J. Photochem. Photobiol.: Biology. 2000. V.58. P. 123–129. DOI: 10.1016/s1011-1344(00)00114-7
Monod J. The growth of bacterial cultures // Ann. Rev. Microbiol. 1949. V.3. P. 371–394.
Myers J., Graham J.R., Wang R.T. On spectral control of pigmentation in anacystis nidulans (cyanophyceae) // J. Phycol. 1978. V.14, № 4. P. 513-518. DOI: 10.1111/j.1529-8817.1978.tb02478.x
Nisbet R.M., Jusup M., Klanjscek T., Pecquerie L. Integrating dynamic energy budget (DEB) theory with traditional bioenergetic models // J. Experim. Biol. 2012. V.215. P. 892–902. DOI: 10.1242/jeb.059675
Sanz-Luque E., Chamizo-Ampudia A., Llamas A., Galvan A., Fernandez E. Understanding nitrate assimilation and its regulation in microalgae // Front. Plant. Sci. 2015. V.6, №899. DOI: 10.3389/fpls.2015.00899
Zarrouk C. Contribution à l’étude d’une cyanophycée. Influence de divers facteurs physiques et chimiques sur la croissance et la photosynthèse de Spirulina maxima (Setch et Gardner) Geitler: PhD. thèse. – Paris, 1966. – 114 p.

Поступила в редакцию 10.02.2022

Об авторах

Чернышев Дмитрий Николаевич – Dmitriy N. Chernyshev

заведующий лабораторией, Севастопольский государственный университет, Севастополь, Россия Sevastopol State University, Sevastopol, Russia); кафедра «Физика»

viki-iki@mail.ru

Клочкова Виктория Сергеевна – Viktoriya S. Klochkova

студент, Севастопольский государственный университет, Севастополь, Россия Sevastopol State University, Sevastopol, Russia); кафедра «Физика»

viki-iki@mail.ru

Лелеков Александр Сергеевич – Alexander S. Lelekov

кандидат биологических наук
старший научный сотрудник, ФИЦ «Институт биологии южных морей имени А.О.Ковалевского РАН» - ФИЦ ИнБЮМ РАН, Севастополь, Россия (FIC “Kovalevsky Institute of Marine Biological Research RAS”, Sevastopol, Russia), Отдел биотехнологий и фиторесурсов

a.lelekov@yandex.ru

Корреспондентский адрес: Россия, 299053, г. Севастополь, ул. Университетская, 33, СевГУ; тел. (8692)22-29-11.

При перепечатке ссылка на сайт обязательна

Separation of the absorption spectrum of Porphyridium purpureum (Bory) Ross. in the red area

Dmitriy N. Chernyshev¹, Viktoriya S. Klochkova¹, Alexander S. Lelekov²

¹Sevastopol State University (Sevastopol, Russia)
²Kovalevsky Institute of Marine Biological Research RAS (Sevastopol, Russia)

Mathematical decomposition of the absorption spectrum of the culture of the red microalga Porphyridium purpureum (Bory) Ross was carried out in the spectral range from 550 to 750 nm. The culture spectra were recorded on a spectrophotometer with an integrating sphere. Using the literature data, mathematical models of the absorption spectra of the following pigments were compiled: B-phycoerythrin, R-phycocyanin, allophycocyanin and chlorophyll a. The mathematical model of each pigment represented the sum of Gaussian curves. The resulting equations were taken as a basis for modeling the native spectrum. A general model of the absorption spectrum of culture in the region of 550–750 nm has been compiled, consisting of the sum of individual pigments. Using the model obtained in practice, it is possible to determine the concentrations of chlorophyll a, and individual phycobilin pigments directly from the absorption spectrum of the culture.

Key words: microalgae; absorption spectra; phycobilins; chlorophyll a; mathematical modeling; Gaussian curves

References

Arnon D.I., McSwain B.D., Tsujimoto H.Y., Wada K. Photochemical activity and components of membrane preparations from blue-green algae. I. Coexistence of two photosystems in relation to chlorophyll a and removal of phycocyanin. Bioch. Biophys. Acta. 1974. V.357, №2. P. 231–245. DOI: 10.1016/0005-2728(74)90063-2
Chernyshev D.N., Klochkova V.S. Razdelenie nativnogo spektra pogloshcheniya kul'tury mikrovodorosli Spirulina platensis [Separation of the native absorption spectrum of the microalgae culture Spirulina platensis]. Aktual'nye voprosy biologicheskoj fiziki i himii. 2021. V.6, №2. P. 217–222. (In Russ.)
Dyhrman S.T. Nutrients and their acquisition: phosphorus physiology in microalgae. Dev. Appl. Phycol. 2016. V.6. DOI: 10.1007/978–3–319–24945–2_8
Flynn K.J. A mechanistic model for describing dynamic multi-nutrient, light, temperature interaction in phytoplankton. J. Plan. Res. 2001. V.23. P. 977–997.
Glazer A.N., Bryant D.A. Allophycocyanin B (λ max 671, 618 nm). Arch. Microbiol. 1975. V.104, №1. P. 15–22.
Glazer A.N., Hixson C.S. Characterization of R-phycocyanin. Chromophore content of R-phycocyanin and C-phycoerythrin. J. Biol. Chem. 1975. V.250, №14. P. 5487–5495.
Gudvilovich I.N., Borovkov A.B. Produkcionnye harakteristiki Porphyridium purpureum (Bory) Ross. v usloviyah nakopitel'noj i kvazinepreryvnoj kul'tury [Production characteristics of Porphyridium purpureum (Boy) Ross. in conditions of accumulative and quasi-continuous culture]. Al'gologiya. 2014. V.24, №1. P. 34–46. (In Russ.)
Jeffrey S.W., Mantoura R.F.C., Wright S.W. Phytoplankton pigments in oceanography: guidelines to modern methods. UNESCO, 1997. 661 p.
Kopecky J., Riederer M., Pfundel E. Porphyridium purpureum (formerly P. cruentum) contains b-carotene but no a-carotene. Algol. Stud. 2002. V.104. P. 189–195. DOI: 10.1127/algol_stud/104/2002/189
Kopytov Yu.P., Lelekov A.S., Gevorgiz R.G., Nekhoroshev M.V., Novikova T.M. Metodika kompleksnogo opredeleniya biohimicheskogo sostava mikrovodoroslej [The method of complex determination of the biochemical composition of microalgae]. Al'gologiya. 2015. V.25, №1. P. 35–40. (In Russ.)
Küpper H., Seibert S., Parameswaran A. Fast, sensitive, and inexpensive alternative to analytical pigment HPLC: quantification of chlorophylls and carotenoids in crude extracts by fitting with Gauss peak spectra. Analyt. Chem. 2007. V.79, № 20. P. 7611–7627.
Lelekov A.S., Trenkenshu R.P. Dvuhkomponentnaya model' rosta mikrovodoroslej v plotnostate [Two-component model of microalgae growth in density]. Matematicheskaya biologiya i bioinformatika. 2021. V.16, №1. P. 101–114. DOI: 10.17537/2021.16.101. (In Russ.)
MacIntyre H.L., Kana T.M., Anning T., Geider R.J. Photoacclimation of photosynthesis irradiance response curves and photosynthetic pigments in microalgae and cyanobacteria. J. Phycol. 2002. V.38. P. 17–38. DOI: 10.1046/j.1529–8817.2002.00094.x
Merzlyak M.N., Naqvi K.R. On recording the true absorption and scattering spectrum of a turbid sample: application to cell suspensions of the cyanobacterium anabaena variabilis. J. Photochem. Photobiol. B: Biology. 2000. V.58. P. 123–129. DOI: 10.1016/s1011-1344(00)00114-7
Monod J. The growth of bacterial cultures. Ann. Rev. Microbiol. 1949. V.3. P. 371–394.
Myers J., Graham J.R., Wang R.T. On spectral control of pigmentation in Anacystis nidulans (Cyanophyceae). J. Phycol. 1978. V.14, №4. P. 513–518. DOI: 10.1111/j.1529-8817.1978.tb02478.x
Nisbet R.M., Jusup M., Klanjscek T., Pecquerie L. Integrating dynamic energy budget (DEB) theory with traditional bioenergetic models. J. Experim. Biol. 2012. V.215. P. 892–902. DOI: 10.1242/jeb.059675
Pronina N.A. Organizaciya i fiziologicheskaya rol' SO₂-koncentriruyushchego mekhanizma [Organization and physiological role of the CO₂ concentrating mechanism]. Fiziologiya rastenij. 2000. V.47, №5. P. 801–810. (In Russ.)
Sanz-Luque E., Chamizo-Ampudia A., Llamas A., Galvan A., Fernandez E. Understanding nitrate assimilation and its regulation in microalgae. Front. Plant. Sci. 2015. V.6, №899. DOI: 10.3389/fpls.2015.00899
Semenenko V.E. Katalog kul'tur mikrovodoroslej v kollekciyah SSSR [Catalog of microalgae cultures in the collections of the USSR]. IFR, Moscow, 1991. 231 p. (In Russ.)
Solovchenko A.E., Selivanova E.A., Chekanov K.A., Sidorov R.A., Nemtseva N.V., Lobakova E.S. Induction of secondary carotenogenesis in new halophile microalgae from the genus Dunaliella (Chlorophyceae). Biochemistry (Moscow). 2015. V.80, №11. P. 1508–1513. DOI: 10.1134/S0006297915110139
Stadnichuk I.N. Fikobiliproteiny [Phycobiliproteins]. VINITI, Moscow, 1990. 193 p. (In Russ.)
Terskov I.A., Trenkenshu R.P., Belyanin V.N. Svetozavisimyj rost vodorosli Platymonas viridis v nepreryvnoj kul'ture [Light-dependent growth of Platymonas viridis algae in continuous culture]. Izv. SO AN SSSR (Ser. biol.). 1979. V.10, №2. P. 103–108. (In Russ.)
Trenkenshu R.P., Lelekov A.S., Borovkov A.B., Novikova T. M. Unified installation for microalgae laboratory studies. Voprosy sovremennoi algologii (Issues of modern algology). 2017. V.1 (13). URL: http://algology.ru/1097 (date: 5.02.2022). (In Russ.)
Zarrouk C. Contribution à l’étude d’une cyanophycée. Influence de divers facteurs physiques et chimiques sur la croissance et la photosynthèse de Spirulina maxima (Setch et Gardner) Geitler: Ph. D thèse. Paris, 1966. 114 p.